Volume: l'ulivo e l'olio

Sezione: coltivazione

Capitolo: vivaismo olivicolo

Autori: Tiziano Caruso, Vito Savino, Giorgio De Paoli, Maria Saponari

Introduzione

Lo sviluppo dell’olivicoltura italiana passa attraverso la razionalizzazione del settore vivaistico che deve essere in grado di fornire alle aziende diverse tipologie di piante certificate dal punto di vista genetico e sanitario e a costi sostenibili. Oltre a considerare l’impatto sulla produttività di un nuovo impianto, è opportuno porre l’attenzione anche sul ruolo che il settore vivaistico assume quale strumento principale di prevenzione e controllo dei principali organismi nocivi dell’olivo. Inevitabilmente, infatti, il movimento di piante comporta il rischio dell’introduzione accidentale di organismi patogeni in aree che ne sono indenni. Ruolo che, auspicato da tempo dal mondo tecnico-scientifico, è stato man mano recepito a livello politico, dapprima da alcune regioni (Emilia-Romagna, Puglia e Toscana), successivamente a livello nazionale (DM n. 289 del 2 luglio 1991) e definitivamente a livello comunitario con l’emanazione delle Direttive CEE 92/34 e 93/48. La pubblicazione delle due direttive europee sembrava essere una risposta chiara e concreta alle problematiche fitosanitarie e di identità varietale delle produzioni vivaistiche. Purtroppo le attese sono andate in buona parte deluse, infatti mentre la Direttiva CEE 92/34 base lascia intravedere un’impostazione seria, fornendo precise indicazioni sui requisiti dei materiali iniziali, sull’esecuzione di controlli in relazione ai punti critici del processo produttivo, sul prelievo di campioni da analizzare, sui laboratori autorizzati ecc., la Direttiva CEE 93/48 e il DM 14/04/1997 che ha recepito la stessa hanno tolto ogni illusione sulla possibilità di disporre di uno strumento legislativo chiaro e operativo che garantisca il vivaista e il frutticoltore.

Aspetti fitosanitari delle produzioni vivaistiche olivicole

Malattie e organismi patogeni che possono compromettere la qualità delle produzioni vivaistiche olivicole
L’olivo, pur se apparentemente poco gravato da problemi fitosanitari ascrivibili a patogeni trasmissibili con il materiale di propagazione rispetto ad altre specie arboree (agrumi, drupacee ecc.), ospita numerosi agenti che rivestono una notevole importanza economica sia per i danni diretti (Verticillium dahliae) sia per quelli indiretti (virus in particolare). Tali agenti causali, persistendo nel materiale di propagazione, assumono un ruolo epidemiologico di primaria importanza, sia come fonti di inoculo per altre specie, a livello locale, sia per la diffusione sulle lunghe distanze, costituendo in tal modo un ostacolo alla libera commercializzazione dei materiali di propagazione.

Virus e virosi
A tutt’oggi 14 specie virali, appartenenti a 7 diversi generi, sono state isolate da olivo. Di queste, il virus del mosaico dell’Arabis (ArMV), il virus della maculatura anulare latente della fragola (SLRV), il virus dell’accartocciamento fogliare del ciliegio (CLRV), il virus del mosaico del tabacco (TMV), il virus della necrosi del tabacco (TNV) e il virus del mosaico del cetriolo (CMV) sono polifagi e importanti per altre colture (per es. ortive, pesco, vite ecc.). Altri virus invece sono stati, per il momento, ritrovati solo su olivo, da cui hanno derivato il proprio nome: virus della maculatura anulare latente dell’olivo (OLRV), virus latente 2 dell’olivo (OLV-2), virus associato all’ingiallimento nervale (OVYaV), virus semilatente dell’olivo (OSLV), virus associato alla maculatura gialla e deperimento dell’olivo (OYMDaV), virus associato all’ingiallimento fogliare dell’olivo (OLYaV). Fa eccezione il virus latente 1 (OLV-1), isolato anche da agrumi. Ben poche sono le sintomatologie alle quali però può essere chiaramente attribuita un’eziologia virale, mentre diversi sono i casi di malattie a eziologia ignota. Sembra infatti di poter attribuire con una qualche certezza un’eziologia virale solo alle seguenti sindromi: – Frutti bitorzoluti: sintomatologia descritta in Italia su piante della cultivar Ascolana tenera infette da SLRSV, e in Portogallo sulla cultivar Negrinha. Si manifesta con alterazioni a carico delle foglie (laciniature, riduzioni del lembo) e delle drupe (piriformi, più piccole della norma, bitorzolute, con noccioli malformati). Alterazioni fogliari simili sono state riscontrate anche in piante delle cultivar Raggiola. – Complesso dei giallumi fogliari: sintomatologie caratterizzate da vivaci ingiallimenti delle foglie e scarsa produttività delle piante, a cui talora si accompagnano necrosi fogliari e defogliazioni che possono portare al deperimento della pianta. A essi è stata associata la presenza di OVYaV, OLYaV e OYMDaV. Deperimenti accompagnati da ingiallimenti e schiarimenti delle nervature sono stati osservati in Toscana su cultivar diverse, dalle quali sono stati isolati TMV e OSLV. L’accertamento della presenza di virus nell’olivo presenta difficoltà dovute a scarsa reattività sintomatica, latenza delle infezioni e similarità tra alcuni quadri sintomatologici. La diagnosi degli agenti virali si è basata per svariati anni esclusivamente sulla trasmissione meccanica a ospiti erbacei: una tecnica con forti limitazioni dovute principalmente al fatto che non tutti i virus sono trasmissibili meccanicamente a specie vegetali erbacee da saggio. Non diverso è il problema per la diagnosi su base sierologica che, almeno nel caso dell’olivo, ha mostrato forti limitazioni sotto il profilo della sensibilità. In definitiva, la diagnosi dei virus dell’olivo poggia principalmente su tecniche di tipo molecolare, quali le tecniche di ibridazione molecolare e di amplificazione genica (PCR) che, assieme all’analisi degli RNA, bicatenari, ormai da qualche anno rappresentano un valido strumento diagnostico.

Difesa delle produzioni vivaistiche olivicole dagli organismi patogeni che possono compromettere la qualità
La lotta diretta alla rogna (Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi) in vivaio non è ancora agevole, sia a causa delle limitazioni nell’uso di composti rameici, sia per la difficoltà di eseguire i trattamenti tempestivamente. È fondamentale un attento controllo sanitario delle piante madri e delle piante in vivaio, con eliminazione dei rami particolarmente infetti, trattamenti con composti rameici, in particolare, dopo gelate, grandinate potatura e raccolta meccanica. È consigliabile effettuare anche almeno un trattamento nel periodo autunno-invernale durante il quale si ha una maggiore caduta delle foglie e uno durante il periodo di fine inverno-inizio primavera quando maggiore è il pericolo di gelate. Per quanto riguarda la lotta, in vivaio, al Verticillium dahliae (agente della tracheoverticilliosi), questa si basa su interventi agronomici e su misure preventive: – utilizzare piante madri esenti da V. dahliae; – evitare la consociazione con specie suscettibili (solanacee, carciofo, cotone); – non utilizzare tecniche irrigue che diffondano più facilmente i propaguli del patogeno (per es. scorrimento, infiltrazione laterale e similari); – utilizzare contenitori nuovi o accuratamente disinfestati mediante trattamento con soluzioni sterilizzanti (per es. immersione per 10 minuti in soluzioni al 4% di ipoclorito commerciale); – accertare l’assenza di propaguli del patogeno nei substrati d’allevamento in vivaio e nel terreno prima dell’impianto, effettuando apposite analisi micologiche. Nei confronti delle virosi, la selezione sanitaria propedeutica alla certificazione è al momento l’unica strategia di lotta adottata contro i virus dell’olivo e più in generale contro i patogeni sistemici. Se fino a qualche anno addietro, in mancanza di efficienti supporti diagnostici, la selezione, per quanto accurata, non garantiva livelli di sanità tranquillizzanti, oggi, in virtù delle nuove acquisizioni, essa rappresenta un valido strumento nel miglioramento sanitario della specie. Resta tuttavia ancora da ottimizzare il contributo che potrebbe derivare dall’impiego delle tecniche di risanamento mediante termoterapia o coltura in vitro di apici vegetativi e meristematici. Da specifiche sperimentazioni in corso è emerso che trattamenti di termoterapia (38 °C per 3-4 mesi) su piante vegetanti sono in grado di eliminare virus quali il CLRV dagli apici vegetativi. Mentre la coltura in vitro di apici vegetativi si è rivelata la tecnica più promettente nel risanamento di piante infette da OLYaV. Le piante ottenute attraverso la selezione sanitaria e/o il risanamento rappresentano il punto di partenza (fonti primarie) per produzioni vivaistiche certificate. In definitiva, l’impiego di materiale di propagazione (marze, talee, semi) virus-esente rappresenta la più efficace misura preventiva di lotta contro gli agenti patogeni sistemici e in particolare contro i virus.

Certificazione volontaria

Il sistema italiano di certificazione volontaria, così come previsto dai provvedimenti istitutivi del sistema stesso, si basa su un processo di filiazione diretta, che a partire da una pianta capostipite (fonte primaria) attraverso successive propagazioni consente di produrre le piante madri necessarie alla costituzione dei campi di piante madri dei vivaisti. La fonte primaria non è altro che la pianta capostipite ottenuta mediante selezione clonale (se necessaria) e sanitaria (eventualmente risanata), sottoposta a controlli fitosanitari per l’esenzione dai virus e agenti virus-simili, previsti dal DM 20/11/2006, per la corrispondenza varietale o clonale e conservata in serre a rete a prova d’insetto (screen house). È evidente che il sistema assicura tracciabilità, rintracciabilità, uniformità genetica e sanitaria, in quanto tutto il materiale per una determinata cultivar/clone deriva da un’unica pianta capostipite (fonte primaria).

Sviluppo del vivaismo moderno

Gli impianti tradizionali, sui quali si basa attualmente buona parte dell’olivicoltura italiana, sono stati costituiti con piante propagate direttamente dall’olivicoltore, per pollone radicato, soprattutto nelle aree più siccitose del nostro Mezzogiorno, per innesto in situ di piante spontanee di oleastro e/o di olivastro. È infatti solamente sul finire del XIX secolo che, primi nel mondo, in Toscana, a Pescia (PT), ha inizio lo sviluppo del vivaismo moderno, come attività autonoma, indipendente dalla coltivazione dell’olivo, basato sulla produzione su scala industriale di piante innestate, su semenzali di alcune cultivar di olivo contraddistinte da elevata germinabilità dei semi. Sul finire degli anni ’60, in seguito allo sviluppo negli USA della tecnica di moltiplicazione per autoradicazione di talee semilegnose, la propagazione per innesto, pur gradatamente, ha cominciato a perdere molta della sua importanza tanto che oggi, nelle aree del mondo dove l’olivicoltura è piuttosto recente (Sud America, Sud Africa, Australia, Cile), gli impianti risultano costituiti quasi esclusivamente da piante franche di piede.

Tecniche di propagazione dell’olivo in vivaio

I metodi di propagazione agamica attualmente utilizzati nel vivaismo per la moltiplicazione di cultivar e cloni sono l’innesto e l’autoradicazione. Nell’innesto l’organo dal quale si parte per avviare il processo di clonazione è rappresentato da un tratto di ramo fruttifero di un anno, di 25-30 cm di lunghezza, dal quale si ricavano marze lunghe 3-4 cm, portanti 2 gemme, che vengono opportunamente modellate per essere inserite (innestate) su un portinnesto. Nell’autoradicazione l’organo di partenza è rappresentato da una parte di pianta (talea), in genere costituita da un tratto di ramo della vegetazione dell’anno, di 8-10 cm di lunghezza, di consistenza semilegnosa o legnosa (in rapporto all’epoca del taleaggio e al tratto di ramo utilizzato) e che viene stimolato a emettere radici mediante applicazioni di specifici bioregolatori quali l’IBA. La pianta moltiplicata per autoradicazione, definita anche franca di piede, dal punto di vista genetico è, quindi, uniforme, perché chioma e radici hanno il medesimo assetto genetico. In alternativa al metodo consolidato di propagazione per talea, è oggi possibile procedere alla micropropagazione di un numero crescente di cultivar e cloni, attraverso la clonazione in vitro. Malgrado, infatti, siano ancora diversi i problemi non completamente risolti nelle varie fasi in cui si articola la clonazione in vitro, la micropropagazione può consentire di superare le limitazioni poste dai più tradizionali metodi di moltiplicazione complessivamente più costosi rispetto all’autoradicazione.

Ciclo di produzione della pianta innestata

Oggi l’esigenza di ricorrere alla tecnica dell’innesto trova una giustificazione agronomica solo in presenza di portinnesti clonali in grado di aumentare notevolmente la capacità di adattamento della coltura alla siccità, di superare avversità che colpiscono gli apparati radicali o di ridurre il vigore vegetativo della cultivar. L’utilizzo di piante bimembri, innestate su portinnesti clonali, comporta, però, la necessità di una rimodulazione dei protocolli produttivi vivaistici attraverso la definizione di nuove tecniche di propagazione, innovative e alternative rispetto alle tradizionali tecniche utilizzate, che consentano di qualificare e riorganizzare il comparto, riducendo i tempi e i costi di produzione della pianta bimembre. Si tratta, in definitiva, di mettere a punto specifici protocolli di moltiplicazione in vitro per i portinnesti clonali, spesso recalcitranti alle tecniche di autoradicazione, e alla definizione delle tecniche d’innesto su materiale non ancora lignificato attuabili, in ambiente protetto o in camera di crescita (come nel vitro), in qualsiasi periodo dell’anno.

Preparazione del seme
La propagazione per seme è limitata alla produzione di portinnesti franchi. Il seme dell’olivo, anche se presenta una buona conservabilità, è considerato di difficile germinabilità. Tale caratteristica è stata attribuita a due fattori, uno di natura meccanica (endocarpo legnoso) e l’altro di natura puramente chimicofisiologica. La tecnica di germinazione prevede che i frutti, subito dopo la raccolta, siano liberati della polpa e i noccioli vengano lavati con soda caustica all’1% per allontanare la patina di olio che li avvolge. Successivamente, i semi vengono sciacquati in acqua corrente per togliere i residui di soda, asciugati e conservati in luogo fresco e asciutto, distesi su un piano, in strati alti 4-5 cm, oppure conservati in sacchi di juta o in contenitori di plastica. Nella prima settimana di agosto dell’anno successivo i semi vengono posti in vasche piene d’acqua, per circa un paio di settimane, rinnovando l’acqua a intervalli di due giorni, per favorire l’imbibizione dei semi completi ed eliminare quelli che galleggiano perché vuoti o che comunque presentano difetti.

Semina
I semi vanno seminati in cassoni, larghi circa 1,5 m e lunghi quanto necessario, utilizzando 2-3 kg di seme per m2. Il substrato, costituito da una miscela di sabbia e terra coerente (50/50 v/v), deve essere mantenuto umido utilizzando preferibilmente una soluzione acquosa contenente un fungicida a largo spettro di azione, per evitare lo sviluppo del Pythium spp. I semi cominciano a germinare nel mese di novembre, il tasso di germinazione aumenta fino a febbraio per poi decrescere in arzo. Da ogni m2 di semenzaio si ottengono circa 3000-4000 piantine. La percentuale media di germinazione si aggira intorno al 50%.

Trapianto dei semenzali

Allo stadio di 6-8 foglioline (10-15 cm di altezza) i semenzali devono essere trapiantati in contenitori (sono sufficienti quelli di 10×10×10 cm) riempiti con un substrato costituito da una miscela di torba, pozzolana e osmocote (un concime a lento rilascio); prima del trapianto si procede all’amputazione del fittone a 6-8 cm. I contenitori vengono collocati, in gruppi di 28, all’interno di cassette di plastica di 60×40 cm.

Gestione colturale dei semenzali

Una volta trapiantati, pratica che dovrebbe terminare entro il mese di marzo, i semenzali devono essere protetti dai raggi diretti del sole primaverile, per cui vanno posti, all’aperto, possibilmente sotto rete ombreggiante o all’interno di una serra, i cui vetri devono essere imbiancati con calce o schermati con rete nera.

Irrigazione
Per evitare disseccamenti i semenzali devono essere irrigati frequentemente attraverso sistemi di irrigazione a microportata, possibilmente per aspersione soprachioma, con acqua che viene finemente nebulizzata, in modo da mantenere sufficientemente elevato il tasso di umidità atmosferica. Si evita così che i giovani semenzali vadano soggetti a colpi di calore, determinati da un eccesso di richiesta evapotraspirativa, e a fenomeni di ristagno idrico, che favoriscono l’insorgenza di marciumi radicali o di malattie fungine (Pythium spp.). L’irrigazione, in rapporto al contesto colturale del vivaio, al sistema di irrigazione adottato e all’andamento climatico, può essere effettuata anche con turni molto ravvicinati (a giorni alterni).

Fertirrigazione
Un mese circa dopo il trapianto (aprile), superata la fase di ambientamento, per favorire la crescita dei semenzali è necessario iniziare la concimazione, che può essere effettuata sempre per aspersione soprachioma o con sistemi a goccia, che portano l’acqua direttamente nel contenitore. La fertirrigazione, che deve stimolare e sostenere l’attività vegetativa (circa 5 mm/giorno di allungamento del fusticino del semenzale), va effettuata, per tutta la stagione di crescita, in modo che nella primavera dell’anno successivo gran parte dei semenzali possa raggiungere il diametro d’innesto. Il semenzale deve inoltre poter accumulare le riserve nutritive per imprimere la spinta vegetativa, dopo l’innesto, al gentile, in modo che in autunno la quasi totalità delle piante innestate abbia raggiunto l’altezza commerciale (30-80 cm in rapporto alla cultivar). Per poter pervenire ai suddetti obiettivi la fertirrigazione deve seguire una cadenza pressoché settimanale per mantenere costantemente elevata la concentrazione degli elementi minerali nel substrato e non avere perdite per lisciviazione che altererebbero la salinità complessiva della soluzione nutritiva.

Innesto dei semenzali
Nell’Italia centrale, se i semenzali vengono allevati in serra, la stagione d’innesto inizia nel mese di febbraio; quando i semenzali vengono invece allevati in pieno campo, soprattutto nelle aree più fredde, l’innesto inizia a metà marzo. Nelle regioni meridionali la stagione d’innesto, in entrambi gli ambienti colturali (pieno campo e serra), inizia con circa un mese di anticipo. In seguito a inverni particolarmente miti, i semenzali più vigorosi possono essere innestati già a partire dal mese di gennaio. All’atto dell’innesto le cassette che contengono i semenzali possono essere sollevate da terra e appoggiate su bancali, in modo da agevolare l’opera dell’innestatore che pratica, sui semenzali che hanno raggiunto un diametro di almeno 4 mm al punto d’innesto (10-15 cm dal colletto), un innesto a penna. La marza, lunga circa 5 cm, viene legata al soggetto con un elastico da innesto e le superfici di taglio sigillate con mastice o cera per evitare perdite di acqua dalla pianta o infezioni da ferita. A novembre l’innesto ha, di solito, raggiunto un’altezza variabile tra 30 e 80 cm e la pianta è pronta per essere trasferita in vasi più grandi (13×13×18 oppure 15×15×20 cm). Una volta reinvasata, la pianta viene legata a un tutore e allevata su un unico asse, tenendo il fusto privo di rami secondari per i primi 60 cm. Al raggiungimento dell’altezza desiderata (100-120 cm), l’asse principale viene tagliato in modo da favorire la ramificazione della chioma. Facendo riferimento al modello di produzione che consente di ottenere piante allevate in contenitore, nel complesso il ciclo di produzione della pianta innestata, a partire dalla raccolta dei frutti, dura circa quattro anni. Interessanti prospettive sembrano poter venire dalla tecnica dell’innesto di giovani portinnesti a doppio spacco inglese, da effettuare a 15-20 cm dal colletto, per evitare l’affrancamento del nesto, quando il fusto del soggetto ha raggiunto 4 mm di diametro, al punto d’innesto. Questa tecnica può contribuire a ridurre i tempi per la produzione della pianta bimembre di circa 10-12 mesi rispetto a quella tradizionale dell’innesto a penna, e a rendere, di conseguenza, l’offerta dei vivaisti più flessibile e adeguata a soddisfare il volubile mercato di piante di olivo.

Ciclo di produzione della pianta autoradicata

Sia l’olivicoltura del Mediterraneo sia quella dei Paesi dove questo settore produttivo si è sviluppato negli ultimi 30 anni si basano su piante franche di piede; tradizionalmente l’olivo viene infatti moltiplicato per autoradicazione, in passato partendo da ovoli, grosse branche o polloni fatti radicare a dimora, più recentemente con piantine ottenute in vivaio a partire da talee semilegnose. Eccezione fatta per le cultivar contraddistinte da modesta capacità rizogena, nella propagazione per talea, o che mal si adattano alle condizioni in vitro (cultivar recalcitranti), la propagazione per autoradicazione è oggi il sistema di moltiplicazione più diffuso nel vivaismo olivicolo.

Moltiplicazione per talea
Il ciclo di produzione delle piante franche di piede, dal prelievo della talea dalla pianta madre alla commercializzazione della pianta, in vaso di 13×13×18 cm, impalcata a circa 80 cm, dura circa tre anni. Il taleaggio, in rapporto al clima e alla fenologia della pianta, nelle aree centro-settentrionali del Paese va effettuato nel mese di settembre; può invece protrarsi fino al mese di novembre negli ambienti più meridionali. Considerato che l’olivo è una specie a foglia persistente, dal punto di vista morfologico la talea è costituita da un tratto di ramo della vegetazione dell’anno, lungo 10-12 cm, munito di 4-6 foglie nella parte distale che, come è noto, favoriscono i processi di rizogenesi attraverso la sintesi di specifici ormoni (rizocaline). Poiché la capacità di radicare di una talea varia con la cultivar e, nell’ambito di essa, con lo stato fisiologico della pianta madre, almeno un paio di mesi prima di effettuare il taleaggio è consigliabile controllare lo stato nutrizionale della pianta madre, con l’ausilio della diagnostica fogliare e, se necessario, effettuare interventi di fertirrigazione o concimazione fogliare, soprattutto con composti azotati. Una volta portati a termine i processi di radicazione, nei mesi di novembre-gennaio le barbatelle (talee radicate) possono essere trapiantate in contenitore; allo scopo sono sufficienti vasi di plastica delle dimensioni di 8×8×8 cm. Nel mese di novembre dell’anno successivo, le giovani piante presentano, in genere, un’altezza di 30-80 cm, possono essere trasferite in vasi di 13×13×18 o di 15×15×20 cm e si praticano loro le medesime cure colturali previste per le piante innestate. Per poter controllare le variazioni dei parametri ambientali durante il periodo di radicazione la propagazione per talea viene effettuata in ambiente protetto o serra mist. Si tratta di una comune serra in metallo e vetro (o materiale plastico rigido, come per esempio il policarbonato), all’interno della quale vengono ricoverati i bancali di radicazione, di metallo o di materiale edile. I bancali dove avviene la radicazione, ciascuno largo circa 1,5 m e di lunghezza variabile in funzione delle esigenze del vivaio, vengono riempiti, per circa 20 cm di altezza, con un substrato costituito da perlite. Il bancale è inoltre munito di un sistema per consentire, ove necessario, il riscaldamento del substrato, attraverso un sistema a termosifone, costituito da tubi di polietilene all’interno dei quali viene immessa acqua calda. La temperatura ottimale, ai fini della radicazione, è di 22-24 °C. Per impedire la disidratazione delle foglie e, di conseguenza, il loro appassimento e quindi il collasso della talea, buoni risultati possono essere ottenuti con un sistema automatizzato che mantenga alta l’umidità relativa dell’ambiente attraverso la somministrazione di spruzzi d’acqua finemente polverizzata (nebulizzazione) con cadenza e quantità variabili in rapporto alla richiesta evapotraspirativa dell’ambiente di radicazione. Il sistema che controlla l’impianto di nebulizzazione può essere gestito da un temporizzatore o da un sensore (bilanciere, foglia elettronica, cellula fotoelettrica ecc.) che tiene conto della radiazione solare, della temperatura e del tasso di umidità dell’aria. Per avere maggiori possibilità di successo nella radicazione, in termini sia quantitativi (percentuale di talee che radicano) sia qualitativi (numero e sviluppo delle radici emesse da ciascuna talea), poco prima di essere poste a radicare, le talee vanno trattate con acido indolbutirrico (IBA) a concentrazioni variabili tra 1 e 4 g/l (1000-4000 ppm). La concentrazione più bassa viene utilizzata quando si opera con talee di cultivar che radicano facilmente e/o in periodi dell’anno in cui il potenziale rizogeno naturale delle talee, per favorevoli stati fisiologici della pianta madre, è più elevato. L’IBA, commercializzato allo stato polverulento, viene disciolto in una soluzione idroalcolica, a base di acqua (distillata o deionizzata) e alcol etilico, la cui concentrazione non dovrebbe mai superare il 30% per evitare disidratazione o ustioni ai tessuti vegetali. Il trattamento viene infatti applicato alla base della talea, nella zona deputata a emettere radici, dove i tessuti sono particolarmente sensibili all’alcol etilico per la presenza della ferita determinata dal taglio della talea. In genere, soluzioni idroalcoliche al 30% possono solubilizzare integralmente concentrazioni di IBA di non oltre 4000 ppm. Quando si rendono necessarie concentrazioni al di sopra di tali valori (cultivar recalcitranti, talee lignificate, stati fenologici della pianta madre contraddistinti da basso potenziale rizogeno naturale), per ottenere la completa solubilizzazione del bioregolatore, piuttosto che aumentare la concentrazione dell’alcol etilico, è preferibile utilizzare il sale potassico dell’IBA, che si solubilizza integralmente in acqua. In alternativa, quando si rendono necessarie concentrazioni superiori, è possibile applicare l’IBA con trattamenti polverulenti; in quest’ultimo caso un buon mezzo disperdente è rappresentato dal talco; è però opportuno precisare che concentrazioni superiori a 8 g/l raramente sortiscono effetti positivi nell’olivo. Relativamente agli aspetti tecnici, il trattamento liquido consiste in un’immersione rapida (5 secondi) della base (1-2 cm) delle talee nella soluzione idroalcolica di IBA; nel trattamento polverulento, per favorire l’adesione della miscela di IBA e talco alla base della talea, la zona viene prima immersa, per alcuni secondi, in acqua. Occorrono circa 60- 90 giorni prima che il processo di radicazione sia completato e le talee possano essere trapiantate senza subire eccessivi traumi all’apparato radicale. Le radici, infatti, devono aver raggiunto la lunghezza di alcuni centimetri e l’apparato radicale deve essere costituito da almeno 3-4 radici, regolarmente distribuite, in senso radiale, alla base della talea. Durante il processo di radicazione il tasso di umidità relativa deve essere costantemente mantenuto su valori superiori al 95%, ambiente che favorisce lo sviluppo delle malattie crittogamiche, per cui si rende necessario somministrare agrofarmaci attraverso l’impianto di nebulizzazione per prevenire lo sviluppo di funghi (Verticillium spp., Pithium spp. ecc.).

Ciclo di produzione della pianta micropropagata

La micropropagazione dell’olivo non si discosta, negli aspetti tecnici e temporali, da quella di altre specie arboree da frutto e, sostanzialmente, prevede un protocollo che può essere modificato in rapporto a specifiche esigenze biologiche di ciascuna cultivar e/o di organizzazione del laboratorio. Nonostante il processo di micropropagazione sia piuttosto complesso e laborioso e malgrado ciascuna delle fasi che lo contraddistinguono richieda spesso piccole modifiche in rapporto allo stato fisiologico della pianta madre e all’organizzazione morfologica dell’espianto, le tappe fondamentali del processo sono le seguenti.

Prelievo e sterilizzazione dell’espianto
Per evitare la proliferazione di microrganismi (funghi, batteri e lieviti), che in vitro trovano condizioni particolarmente favorevoli, prima di avviare la coltura è necessario procedere alla sterilizzazione dell’espianto che, nell’olivo, è in genere rappresentato da microtalee, uni- o binodali, prelevate da rami dell’anno. I tessuti da disinfettare sono, infatti, molto spesso, ricoperti da cere e da peli stellati che impediscono che la soluzione utilizzata allo scopo raggiunga i meristemi sottostanti. Le difficoltà di sterilizzazione aumentano sensibilmente quando gli espianti vengono prelevati da piante allevate in pieno campo. Tuttavia, nel caso si disponga soltanto di piante allevate in ambiente esterno, il periodo migliore per evitare inquinamenti e per avere maggiori possibilità di successo nella moltiplicazione è quello primaverile. Per ottenere espianti sterili è però consigliabile allevare le piante madri in contenitore, in serra, dove è possibile controllare il tasso di umidità dell’aria, che deve essere mantenuto basso, utilizzando impianti a goccia. Per sterilizzare espianti ottenuti da piante allevate in ambiente protetto è sufficiente un trattamento con soluzione acquosa al 30% di ipoclorito di sodio (6% di cloro attivo), per 15 minuti, seguito da risciacquo in acqua sterile. La procedura per la sterilizzazione di espianti di piante allevate in pieno campo è, invece, spesso, più problematica, per cui può rendersi necessario un primo trattamento, in campo, spruzzando etanolo sui rametti appena prelevati; una volta asciugati, i rametti vanno posti in sacchetti di plastica sterili per evitarne la disidratazione e la contaminazione. Un secondo trattamento può essere effettuato in laboratorio con ipoclorito di sodio per 20-25 minuti.

Avvio della coltura
Gli espianti, una volta sterilizzati, vengono trasferiti in tubi da saggio (uno per tubo) riempiti con un mezzo di coltura, la cui composizione è simile a quella utilizzata per la successiva fase di moltiplicazione, tranne che per la presenza di zeatina, alla concentrazione di 3 mg/l. Per mantenere le condizioni di sterilità le microtalee vengono trasferite in tubi da saggio operando sotto cappa a flusso laminare. I tubi da saggio vengono mantenuti in camera di crescita per circa 5-6 settimane, in condizioni climatiche ben definite (temperatura di 23 °C, intensità luminosa di 40 μE/m2/s, fotoperiodo di 16 ore di luce), fino a quando le gemme ascellari delle microtalee non evolvono in germogli di 3-5 cm di lunghezza, ovvero differenziano 4-6 internodi. Tratti uni-binodali di questi germogli vengono utilizzati come espianti (microtalee) per le subcolture successive. La fase di avvio della coltura può rivelarsi più o meno problematica in relazione alla varietà che si vuole micropropagare. Per esempio, Arbequina risponde bene alla micropropagazione e si adatta bene alle condizioni di coltura in vitro; Leccino è recalcitrante per cui questa fase ha una durata sensibilmente maggiore (2-3 mesi nelle migliori condizioni). Moltiplicazione dei germogli Le microtalee ottenute sezionando tratti internodali da tratti apicali del germoglio sono caratterizzate da spiccata dominanza apicale e, a differenza di quasi tutte le altre specie arboree, raramente sviluppano gemme avventizie. Il tasso di proliferazione delle colture può raggiungere livelli discreti (2,5-3 in 4-5 settimane) in alcune cultivar ma può essere decisamente insufficiente (1,5-2 in 5-6 settimane) in altre. Nell’olivo, pertanto, la micropropagazione su larga scala risulta conveniente solamente per le varietà più reattive e non conveniente per quelle recalcitranti. In definitiva, il coefficiente di proliferazione dell’olivo è fortemente condizionato dalla velocità e capacità di accrescimento del germoglio primario. I germogli ottenuti nel corso della precedente fase vengono trasferiti in contenitori di vetro o plastica riempiti con un appropriato mezzo di coltura. Il substrato più utilizzato per la moltiplicazione è l’Olive Medium (OM), la cui composizione organica e minerale viene spesso modificata in rapporto a specifiche esigenze della fase di micropropagazione.

Radicazione
Numerosi sono i fattori che influenzano la quantità di germogli che radicano, che può pertanto variare ampiamente in rapporto alla cultivar, al grado di organizzazione dell’espianto utilizzato al momento di avviare la coltura, alla composizione del substrato nelle fasi antecedenti a quella di radicazione, al numero di subcolture effettuate prima di mettere a radicare i germogli (giovanilità fisiologica del germoglio). Valori di radicazione soddisfacenti variano infatti, in relazione a quanto sopra esposto, dall’80 al 95%. Dagli studi condotti sulla rizogenesi in vitro, appare evidente l’importanza del giusto equilibrio tra auxine e citochinine. Il NAA e l’IBA si sono dimostrate le auxine più efficaci nel promuovere la rizogenesi, mentre le citochinine, a concentrazioni elevate, deprimono sensibilmente il fenomeno. Riveste una certa importanza anche la forma chimica del fitoregolatore utilizzato; è infatti possibile raggiungere valori di oltre il 90% di radicazione aggiungendo al substrato OM il 3% di saccarosio e 1 mg/l di IBA. È stato inoltre riscontrato un effetto positivo sulla rizogenesi dell’assenza di luce nella parte prossimale della talea; attraverso l’intensa colorazione del mezzo nutritivo con composti inerti sono stati raggiunti valori di radicazione prossimi al 95%. La durata della fase di radicazione può variare da 15 a 20 giorni, e dipende dallo stato fisiologico del materiale allevato in vitro, dal tipo di talea (basale, mediana, apicale, giovanile, adulta) e dallo stato fisiologico della pianta madre.

Ambientamento
Le piantine di olivo radicate in vitro sono dotate di foglie sufficientemente consistenti, di colore verde intenso, in grado di effettuare la fotosintesi e di controllare la traspirazione, caratteristiche morfologiche e fisiologiche che consentono di superare agevolmente la fase di acclimatazione. Tuttavia, quella in argomento è una delle fasi più critiche dell’intero processo di micropropagazione, poiché le piantine passano dalle condizioni di vitro della camera di crescita, in cui tutti i parametri ambientali sono tenuti sotto controllo, alle condizioni di serra. Nonostante infatti la serra rappresenti un ambiente confinato e, pertanto, di facile controllo, le condizioni ambientali sono fortemente influenzate dalle variazioni climatiche legate alla stagionalità e all’alternarsi del giorno e della notte. In serra vengono inoltre meno le condizioni di sterilità, per cui le piantine sono soggette ad attacchi di batteri, funghi e insetti. Da non trascurare poi la possibile insorgenza di fenomeni di marciumi o di stress idrici per errori nella gestione della somministrazione di acqua che, per mantenere alto il tasso di umidità ambientale, dovrebbe essere effettuata attraverso un impianto di nebulizzazione ben regolato e accuratamente tarato. Non va sottovalutato il fatto che prima che le piantine raggiungano un grado di organizzazione e dimensioni adeguate alla commercializzazione (10 cm di altezza) trascorrono almeno 6 settimane, un periodo di tempo sufficientemente lungo nel corso del quale le piante vanno soggette ai suddetti stress biotici e abiotici. Valori accettabili di sopravvivenza delle piantine (70%) possono essere agevolmente raggiunti trapiantandole in contenitori riempiti con substrati costituiti da torba, perlite e granuli di polistirolo in rapporto 1:1:0,5, oppure con torba e perlite in rapporto 1:1. È però importante che, una volta trapiantate, le piantine vengano tempestivamente trasferite in serra di ambientamento, provvista di bancali coperti con teli di plastica trasparente che garantisca un elevato tasso di umidità relativa, condizione indispensabile alla sopravvivenza delle plantule radicate. Superata la fase di acclimatazione, nel caso di fenomeni di dormienza e/o quiescenza degli apici vegetativi, le piantine possono essere sottoposte a trattamenti con GA3 (300 mg/l) al fine di stimolare la crescita delle plantule che altrimenti rimarrebbero bloccate per tutta la stagione estiva, per poi riprendere la crescita solamente dopo l’inverno.


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