Volume: il carciofo

Sezione: ricerca

Capitolo: spinoso sardo

Autori: Maria Cadinu, Anna Maria Repetto

Micropropagazione dello Spinoso sardo

In Italia le coltivazioni di carciofo più importanti sono collocate nel Centro-Sud e nelle isole dove vengono prevalentemente utilizzate varietà precoci per produzioni autunno-vernine. La coltura di questa specie riveste una notevole importanza nell’economia della Sardegna. Le intense coltivazioni e la scarsa attenzione posta agli aspetti genetici e fitosanitari dagli operatori del settore nella scelta del materiale di propagazione hanno portato a una degenerazione della coltura, determinando negli anni significative flessioni nelle superfici coltivate e nelle rese produttive. Tradizionalmente vengono usati per la propagazione ovoli (organi quiescenti) che non consentono una verifica della sanità del materiale utilizzato. Tale modalità di propagazione è spesso causa di problemi fitosanitari legati soprattutto alla presenza di alcuni dei virus più dannosi, trasmessi da afidi e da tripidi che incrementano la possibilità di diffusione in campo di queste malattie. L’attuale stato sanitario del germoplasma di carciofo è seriamente minacciato da alcune infezioni virali; in particolare, recenti ricerche effettuate in Sardegna hanno confermato una presenza generalizzata dell’ArLV. La necessità di reperire materiale di propagazione sano ha stimolato lo studio di tecniche che consentissero l’ottenimento di piante prive di virus. Tra queste, la coltura in vitro di apici meristematici è stata individuata quale metodo tecnicamente più idoneo, sia per l’ottenimento di materiale esente da fitopatie, sia per il raggiungimento di tassi di moltiplicazione più elevati rispetto a quelli ottenibili con i metodi tradizionali. La tecnica di micropropagazione è stata utilizzata con successo nel laboratorio dell’AGRIS per la coltura in vitro del carciofo Spinoso sardo con l’obiettivo di ottenere piante madri sane da utilizzare come fonte di ovoli e/o carducci da destinare all’attività vivaistica. Poiché questa varietà è contraddistinta da una forte eterogeneità biologica e morfologica, è stata avviata, altresì, da molto tempo, un’attività di selezione clonale per valorizzare gli aspetti legati alla precocità, alla produttività e alle caratteristiche qualitative dei capolini. Il germoplasma così selezionato ha rappresentato la fonte da cui prelevare il materiale per la micropropagazione.

Descrizione della tecnica di propagazione in vitro

Materiale di partenza. È costituito da apici vegetativi di carducci prelevati in pieno campo, sottoposti a lavaggio in acqua corrente, eliminazione delle foglie esterne, riduzione delle dimensioni per facilitare l’operazione di espianto e immersione in soluzione antiossidante.

 

Espianto. I carducci vengono sterilizzati mediante immersione in ipoclorito di sodio ed etanolo, per diminuire il rischio di inquinamento da parte di funghi e batteri. Con l’ausilio di strumenti sterili e dello stereomicroscopio viene prelevato l’apice meristematico delle dimensioni di circa 0,3-0,5 mm. È importante sottolineare che quanto più piccole sono le dimensioni dell’espianto, tanto maggiori sono le possibilità di risanamento, anche se parallelamente si riducono le possibilità di attecchimento e aumenta il numero di piante fuori tipo. Infatti va rilevato che nella maggior parte del materiale così ottenuto, relativamente a cultivar rifiorenti quali lo Spinoso sardo, si ha la differenziazione di tipi giovanili (inselvatichimento) in percentuali elevate.

 

Fase di sviluppo. Gli apici meristematici vengono posti in provette contenenti 10 ml di substrato di sviluppo di Murashige e Skoog con 0,1 mg/l di IBA, 0,5 mg/l di BAP e 0,01 mg/l di 2ip. Dopo circa 20-25 giorni si ha la formazione completa dei germogli.

Fase di proliferazione. I germogli vengono trasferiti in barattoli contenenti 100 ml di substrato di MS con la stessa composizione di quello di sviluppo, tranne che per la sostituzione della BAP con la kinetina, dimostratasi più efficace nel favorire la proliferazione cellulare e la formazione dei germogli ascellari. Il substrato viene rinnovato ogni 15 giorni previa separazione e cimatura dei germogli di neoformazione. Complessivamente il ciclo di proliferazione non supera le 4-5 subcolture.

Fase di induzione alla radicazione. Le plantule, raggiunto un sufficiente sviluppo, vengono trasferite in provette contenenti un substrato liquido di MS ad alta concentrazione di ormoni auxinici (20 mg/l NAA + 20 mg/l IAA) per un periodo di 24 ore.

Fase di radicazione. Le plantule vengono trasferite in un substrato di MS solidificato con agar e contenente NAA e IAA alle dosi di 0,1 + 0,1 mg/l. Qui permangono sino a completa formazione dell’apparato radicale, in genere dai 15 ai 25 giorni. Tutte le operazioni devono avvenire in un ambiente sterile, poiché la presenza nel substrato di elementi quali gli zuccheri, rende la coltura facilmente attaccabile da vari agenti patogeni. Per questo motivo deve essere particolarmente curata la sterilizzazione del materiale di partenza e dello stesso ambiente in cui si opera. Le piante vengono allevate in celle climatiche con parametri ambientali controllati: temperatura di 22 °C, fotoperiodo di 16 ore di luce e 8 di buio e intensità luminosa di 4000 lux.

Fase di acclimatazione. Le plantule ottenute in vitro devono essere gradualmente adattate alle condizioni ambientali esterne. Durante questo periodo devono passare da uno stato di eterotrofia a uno di autotrofia e sviluppare un efficiente apparato fogliare e radicale. A tale scopo vengono tenute ancora in cella climatica, in vasetti contenenti terriccio sterile, chiusi superiormente con una busta in PE per mantenere l’umidità relativa a livelli simili a quelli del vitro. Nei giorni successivi vengono praticati dei fori nella busta di protezione per modificare gradualmente la composizione dell’aria a diretto contatto con la piantina. Dopo 15-20 giorni si passa alla seconda fase di acclimatazione che prevede il trasferimento in ambiente esterno al laboratorio ma protetto: le piante vengono trapiantate in contenitori più grandi e continuano l’acclimatazione per almeno altri 20-30 giorni in screen house al fine di evitare possibili reinfezioni a opera di insetti vettori. Mediamente, la durata del ciclo per l’ottenimento di una pianta in vitro completa è pari a circa tre mesi e non è influenzata dalle condizioni climatiche esterne.

Ricerche effettuate

Selezione clonale. Per oltre venti anni l’AGRIS ha condotto un lavoro di selezione massale prima e clonale dopo, partendo dal reperimento di circa ottanta linee provenienti dai principali areali di coltivazione di carciofo Spinoso sardo nell’isola. L’attività svolta ha permesso di evidenziare un discreto numero di cloni di carciofo con caratteristiche di pregio (precocità, produttività, struttura della pianta, conformazione e colore del capolino), selezionati e mantenuti in collezione. Ciò ha reso possibile in parte il recupero e la valorizzazione delle potenzialità produttive del carciofo Spinoso sardo attraverso la distribuzione del materiale di propagazione a cooperative operanti nel settore. Stime effettuate hanno evidenziato come l’attività svolta da almeno un decennio abbia consentito la sostituzione di oltre il 40% della superficie totale coltivata a carciofo con materiale selezionato e micropropagato, creando le basi per una futura crescita del comparto vivaistico del carciofo in Sardegna.

Effetto della coltura in vitro sull’ottenimento di materiale virus-esente. La coltura in vitro di apici meristematici è risultata una tecnica valida per l’ottenimento di materiale virus-esente. Prove effettuate per verificare lo stato sanitario del materiale ottenuto utilizzando test diagnostici di tipo molecolare hanno evidenziato percentuali di risanamento pari al 52%. In particolare è stata ricercata la presenza dei tre virus ALrV, AILrV e AMCV. I risultati ottenuti hanno quindi confermato l’efficacia della tecnica. Le piante risultate negative ai test diagnostici, allevate in serra protetta (screen house), possono essere utilizzate come nucleo di piante madri dal quale prelevare il materiale di propagazione da destinare all’attività vivaistica. Il mantenimento dello stato sanitario del materiale ottenuto in vitro deve essere accertato mediante periodici test diagnostici.

Studi sulla comparsa di fenotipi selvatici. La comparsa di fenotipi selvatici è un problema che si riscontra anche con le tecniche di propagazione vegetativa tradizionali ma, con la coltura in vitro, risulta più accentuato. Le piante presentano una morfologia fogliare atipica con foglie fortemente settate e spinescenti e l’emissione del capolino avviene in ritardo. Le varianti selvatiche dello Spinoso sardo, anche se sottoposte a forzatura estiva, entrano in produzione soltanto in primavera. Le cause che determinano un incremento dell’incidenza dei fenotipi selvatici delle piante ottenute in vitro non sono ancora del tutto conosciute. Le ricerche condotte hanno riguardato la valutazione dell’influenza di diversi fattori tra cui il numero di subcolture in moltiplicazione, l’epoca di prelievo dei carducci utilizzati per l’espianto e le sue dimensioni. La lunghezza del ciclo di moltiplicazione e la dimensione degli espianti influenzano l’incidenza della comparsa di piante fuori tipo, mentre è risultata ininfluente l’epoca di prelievo del carduccio utilizzato per l’espianto. La percentuale di selvatico, presumibilmente a causa dell’accumulo di ormoni citochininici, cresce all’aumentare del numero di subcolture, come mostra il grafico. Le prove condotte su espianti di diversa dimensione hanno evidenziato come una riduzione delle stesse determini una minore stabilità del materiale, che si traduce in una maggiore incidenza di piante fuori tipo. Dalle osservazioni sui dati produttivi è emerso comunque che le piante a fenotipo selvatico, anche se tardivamente, hanno prodotto capolini di buona qualità e hanno manifestato una produttività elevata, quasi pari a quella delle piante gentili. Queste produzioni potrebbero essere promosse con opportuni programmi di marketing per soddisfare le richieste in un periodo alternativo a quello tradizionale.

Produttività delle piante ottenute in vitro. Le piante ottenute in vitro, una volta trapiantate in pieno campo, hanno mostrato una capacità di sopravvivenza quasi totale, un vigore vegetativo e una produttività di gran lunga superiori a quelli delle piante allevate in modo tradizionale. Dagli ovoli provenienti da piante madri micropropagate si sono sviluppate piante in grado di fornire produzioni commerciali superiori del 31% e caratterizzate da una maggiore precocità e da contemporaneità nell’emissione del capolino. Il 9% delle piante micropropagate produce entro le prime quattro settimane di raccolta, contro il 2,3% di quelle ottenute tradizionalmente. Anche la qualità del prodotto ha mostrato delle differenze quali una maggiore lunghezza dello stelo nei capolini di 1° ordine, fattore di pregio per il consumo a crudo, e un maggior calibro e peso dei capolini di 3° ordine.

In conclusione, la tecnica di propagazione in vitro dello Spinoso sardo ha consentito di ottenere elevati tassi di moltiplicazione, piante più vigorose e produttive, alta percentuale di risanamento da virus. Per ridurre l’incidenza di piante a fenotipo selvatico sono state individuate alcune scelte tecniche: contenimento del numero di subcolture entro la 4a e 5a, dimensione dell’espianto compresa tra 0,3 e 0,5 mm ed eliminazione in vitro dei germogli con elevato grado di settatura e spinescenza. Relativamente ai percorsi tecnici su cui sviluppare le basi della filiera vivaistica, l’attività futura sarà orientata a completare quella già intrapresa con il perseguimento di ulteriori obiettivi volti al contenimento dei costi di produzione. Quest’ultimo aspetto concorre a delineare una strategia nella quale la pianta micropropagata non venga utilizzata direttamente per gli impianti produttivi, ma come fonte di materiale di propagazione da parte di aziende vivaistiche specializzate. La micropropagazione del carciofo Spinoso sardo deve essere considerata come passaggio indispensabile in un più ampio processo che non escluda ma integri i metodi di propagazione tradizionali, razionalizzati attraverso l’applicazione di più moderne tecniche vivaistiche ancora in fase di valutazione.

 

 


Coltura & Cultura